Tratamientos alternativos de medicina tradicional para Chlamydia trachomatis, agente causal de una infección asintomática

Daniela Gutiérrez, Ruth Mélida Sánchez Mora

Resumen


En la actualidad, Chlamydia trachomatis (CT) es una de las causas más frecuentes de infecciones de transmisión sexual (ITS) y morbilidad reproductiva en el mundo, Incluye tanto países desarrollados
como en vía de desarrollo, con un reporte alrededor de 92 millones de casos anuales. CT es una bacteria intracelular obligada cuyo inicio de la infección es asintomático, causa infección crónica, puede generar infección persistente y complicaciones como cáncer de ovario. Las infecciones por CT son asintomáticas en el 70% de las mujeres y el 40% de los hombres, lo que dificulta el diagnóstico en las fases tempranas de la infección y el tratamiento oportuno, lo que conlleva a un aumento en los contagios en la población. De acuerdo con la Organización Mundial de la Salud (OMS), el tratamiento para CT incluye la utilización de antibióticos tipo tetraciclinas, macrólidos y fluoroquinolonas. Sin embargo, a pesar de su alta tasa de eficacia, cada vez son más recurrentes las infecciones. Reportes recientes han demostrado resistencia por parte de los cuerpos elementales y se ha podido determinar que los antibióticos disminuyen la población de lactobacillus vaginales beneficiosos, causando mayores complicaciones en los pacientes. Basados en estos hallazgos, las investigaciones actuales se han centrado en terapias alternativas que reduzcan la actividad antichlamydial y que sean de libre acceso, generando el menor daño posible en los pacientes.


Palabras clave


Chlamydia trachomatis; asintomático; multirresistente; terapia alternativa; antichlamydial

Texto completo:

PDF

Referencias


Taylor-Brown A, Vaughan L, Greub G, Timms P, Polkinghorne A. Twenty years of research into Chlamydia-like organisms: a revolution in our understanding of the biology and pathogenicity

of members of the phylum Chlamydiae. Pathog Dis.2015 Febrero ; 1(15).

Ortiz O, Sánchez R. Chlamydia trachomatis: avances y perspectivas. Revista Nova. 2003; 1(1).

Villegas C, Tamayo L. Prevalencia de infecciones de transmisión sexual y factores de riesgo para la salud sexual de adolescentes escolarizados, Medellín, Colombia, 2013. Latreia. 2016; 29(5).

OMS. Chlamydia trachomatis, Neisseria gonorrhoeae, Syphilis and Trichomonas vaginalis. Methods and results used by WHO to generate 2005 estimates. Research DoRHa. 2011 Prevalence and incidence of selected sexually transmitted infections; 36.

Lau C, Qureshi A. Azithromycin versus doxycycline for genital chlamydial infections: a meta-analysis of randomized clinical trials. Sexually transmitted diseases. 2002; 29(9).

Ison C. Antimicrobial resistance in sexually transmitted infections in the developed world: implications for rational treatment. Current Opinion in Infectious Diseases. 2012; 25(1).

Rice R, Bhullar V, Mitchell S, Bullard J, Knapp J. Susceptibilities of Chlamydia trachomatis isolates causing uncomplicated female genital tract infections and pelvic inflammatory disease.

Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 1995; 39(3).

Somani J, Bhullar V, Workowski K, Farshy C, Black C. Multiple Drug-Resistant Chlamydia trachomatis Associated with Clinical Treatment Failure. Journal of Infectious Diseases. 2000; 181(4).

Misyurina O, Chipitsyna E, Finashutina Y, Lazarev V, Akopian T, Savicheva A, et al. Mutations in a 23S rRNA gene of Chlamydia trachomatis associated with resistance to macrolides. Antimicrobial agents and chemotherapy. 2004; 48(4).

Sixt B, Valdivia R, Kroemer G. Chlamydia trachomatis’ struggle to keep its host alive. Microbial Cell. 2017; 4(3).

Pinzón A, Ross T, Botero J, Baquero-Umaña M. Prevalencia y Factores Asociados a Enfermedades de Transmisión Sexual en Menores Explotados Sexualmente en Bogotá, Colombia. Revista de Salud Pública. 2009; 11(3).

Organización Mundial de la Salud. Infecciones de transmisión sexual. 2016.

Manavi K. A review on infection with Chlamydia trachomatis. Best Practice & Research Clinical Obstetrics & Gynaecology. 2006; 20(6).

Giles D, Whittimore J, LaRue R, Raulston J, Wyrick P. Ultrastructural analysis of chlamydial antigen-containing vesicles everting from the Chlamydia trachomatis inclusion. Microbes Infect. 2006 Mayo; 1579(71).

Bobrovsky P, Manuvera V, Polina N, Podgorny O, Prusakov K, Govorun V, et al. Recombinant human peptidoglycan recognition proteins reveal antichlamydial activity. Infect Immun. 2016.

Kaser T, Pasternak J, Hamonic G, Rieder M, Lai K, Delgado- Ortega M, et al. Flow cytometry as an improved method for the titration of Chlamydiaceae and other intracellular bacteria. Cytometry A. 2016.

Tan G, Lim H, Yeow T, Movahed E, Looi C, Gupta R, et al. Temporal proteomic profiling of Chlamydia trachomatis-infected HeLa-229 human cervical epithelial cells. Proteomics.

; 16(9).

O’Connell C, Ferone M. Chlamydia trachomatis Genital Infections. Microbial Cell. 2016; 3(9).

Vromman F, Laverrière M, Perrinet S, Dufour A, Subtil A. Quantitative Monitoring of the hlamydia trachomatis Developmental Cycle Using GFP-Expressing Bacteria, Microscopy and Flow Cytometry. Plos One. 2014; 9(6).

Meyer T. Diagnostic Procedures to Detect Chlamydia trachomatis Infections Microorganisms. 2016; 4(3).

Jutinico A, Mantilla A, Sánchez R. Regulación de la familia de proteínas BCL-2 en células infectadas con Chlamydia trachomatis. Nova. 2015 Noviembre; 13(24).

Broadbent A, Horner P Fau - Wills G, Wills G Fau - Ling A, Ling A Fau - Carzaniga R, Carzaniga R Fau - McClure M. HIV-1 does not significantly influence Chlamydia trachomatis serovar L2 replication in vitro. Microbes Infect. 2011; 13(6).

Howie S, Horner A, Horne G, Entrican G. Immunity and vaccines against sexually transmitted Chlamydia trachomatis infection. Curr Opin Infect Dis. 2011; 24(1).

Gallegos G, Ramos B, Santiso R, Goyanes V, Gosálvez J, Fernández J. Sperm DNA fragmentation in infertile men with genitourinary infection by Chlamydia trachomatis and Mycoplasma. Fertil Steril. 2008 Agosto; 90(2).

Rodríguez F, Barreto P, Sánchez R. Detección de Chlamydia trachomatis en hombres que tienen sexo con hombres en Bogotá: un estudio piloto. Nova. 2016; 14(26).

Schautteet K, De Clercq E, Jönsson Y, Lagae S, Chiers K, Cox E, et al. Protection of pigs against genital Chlamydia trachomatis challenge by parenteral or mucosal DNA immunization.

Miller H, Gallego G, Rodríguez G. Evidencia clínica de tracoma en indígenas colombianos del departamento de Vaupés. Biomédica. 2010; 30(4).

Narvéz M, López P, Guevara A, Izurieta A, Guderian R. Prevalencia de Chlamydia trachomatis y Neisseria gonorrhoeae en tres grupos de mujeres ecuatorianas de distinto comportamiento

sexual. Bol Of Sanit Panam. ; 107(3).

Ministerio de Salud y Protección Social. El Sistema de Información de Prestaciones de Salud. 2009-2010; http://www.sispro.gov.co/Pages/Prestaciones%20de%20Salud/Reporte-RIPS.aspx.

Idahl A, Lundin E, Jurstrand M, Kumlin U, Elgh F, Ohlson N, et al. Chlamydia trachomatis and Mycoplasma genitalium plasma antibodies in relation to epithelial ovarian tumors. Infect Dis Obstet Gynecol. 2011 Enero.

Balakrishnan A, Wang L, Li X, Ohman-Strickland P, Malatesta P, Fan H. Inhibition of chlamydial infection in the genital tract of female mice by topical application of a peptide deformylase

inhibitor. Microbiol Res. 2009 Enero.

Villagrana J, López M, Flores V, Haro De Escobedo M, Guerra F. Persistencia de Chlamydia trachomatis en el endometrio y líquido peritoneal de pacientes con infertilidad pero cultivo

cervical negativo. Ginecol Obs MEx. 2013; 81(8).

Juntinico A, González J, Sánchez R. Asociación de HSP60 de Chlamydia trachomatis y desarrollo de cáncer de ovario. Nova. 2017 Julio; 15(28).

Rizzo A, Fiorentino M, Buommino E, Donnarumma G, Losacco A, Bevilacqua N. Lactobacillus crispatus mediates anti-inflammatory cytokine interleukin-10 induction in response to Chlamydia trachomatis infection in vitro. Int J Med Microbiol. 2015.

Beagley K, Timms P. Chlamydia trachomatis infection: incidence, health costs and prospects for vaccine development. J Reprod Immunol. 2000 Agosto; 48(1).

Waaij D, Dubbink J, Peters R, Ouburg S, Morré S. Comparison of GMT presto assay and Roche cobas® 4800 CT/NG assay for detection of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae

in dry swabs. J Microbiol Methods. 2015; 118(70).

Paredes M, Gómez Y, Torres A, Fernández M, Tovar M. Prevalencia de infecciones por Chlamydia trachomatis y Neisseria gonorrhoeae en adolescentes de colegios de la provincia de Sabana Centro, Cundinamarca, Colombia. 2015.

Hagen R, Frickmann H, Elschner M, Melzer F, Neubauer H, Gauthier Y, et al. Rapid identification of Burkholderia pseudomallei and Burkholderia mallei by fluorescence in situ hybridization

(FISH) from culture and paraffin-embedded tissue samples. Int J Med Microbiol. 2011; 301(7).

Abdelrahman Y, Belland R. The chlamydial developmental cycle. FEMS Microbiol Rev. 2005 Noviembre; 29(5).

Ostos O, Sánchez R. Chlamydia trachomatis: avances y perspectivas. Revista NOVA. 2003; 1(1).

Horner P. Azithromycin antimicrobial resistance and genital Chlamydia trachomatis infection: duration of therapy may be the key to improving efficacy. Sexually Transmitted Infections. 2012; 88(3).

OMS. Estrategia de la OMS sobre Medicina Tradicional 2002- 2005. http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs134/es/index.html. 2002.

Potroz M, Cho NJ. Natural products for the treatment of trachoma and Chlamydia trachomatis. Molecules (Basel, Switzerland). 2015; 20(3).

Bragina E, Gomberg M, Dmitriev G. Electron microscopic evidence of persistent chlamydial infection following treatment. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 2001; 15(5).

Lefevre J, Lepargneur J. Comparative in vitro susceptibility of a tetracycline-resistant Chlamydia trachomatis strain isolated in Toulouse (France). Sex Transm Dis. 1998; 25(7).

Mourad A, Sweet R, Sugg N, Schachter J. Relative resistance to erythromycin in Chlamydia trachomatis. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 1980; 18(5).

Díaz M. ¿Cuál es el mejor tratamiento de la infección urogenital por Chlamydia trachomatis? SEMERGEN-Medicina de Familia. 2017; 43(1).

Zhang H, Kunadia A, Lin Y, Fondell J, Seidel D, Fan H. Identification of a strong and specific antichlamydial N-acylhydrazone. PLoS One. 2017 Octubre; 12(10).

Juntinico A, Malagón J, Manrique J, Gómez M, Gómez E, Sánchez R. Cultivo de la línea celular HEp-2: doblaje poblacional y coloración con Giemsa. Nova. 2013 Marzo; 11(20).

Jantan I, Bukhari S, Mohamed M, Wai L, Mesaik M. The Evolving Role Natural Products from the Tropical Rainforests as a Replenishable Source of New Drug Leads. In InTech L. Drug Discovery and Development - From Molecules to Medicine.: Chapter 1; 2015.

Latinpharma. Estudio de Oferta y Demanda del Sector de Productos Naturales, Programa de Promoción del Comercio Sur-Sur (CCI). Colombia. 2003.

Gualteros A, Gómez M, Sánchez R. The Annona muricata leaf ethanol extract affects mobility and reproduction in mutant strain NB327 Caenorhabditis elegans. Biochem Biophys Rep. 2017 Julio; 10.

Brown M, Potroz M, Teh SW, Cho NJ. Natural Products for the Treatment of Chlamydiaceae Infections. Microorganisms. 2016 Octubre; 4(4).

Kumar S, Pandey A. Chemistry and Biological Activities of Flavonoids: An Overview. The Scientific World Journal. 2013; 16.

Al-Marzooky M. Truffles in eye disease. Proc. Int. Islam. Med. 1981; 1.

Zaretzky F, Pearce-Pratt R, Phillips D. Sulfated polyanions block Chlamydia trachomatis infection of cervix-derived human epithelia. Infection and Immunity. 1995; 63(9).

Vermani K, Garg S. Herbal medicines for sexually transmitted diseases and AIDS. J Ethnopharmacol. 2002; 80(49).

Khosla P, Neeraj V, Gupta S, Satpathy G. Berberine, a potential drug for trachoma Revue internationale du trachome et de pathologie oculaire tropicale et subtropicale et de sante. organe de la Ligue contre le trachome avec la collaboration de l’International Organization. 1992; 69.

Hanski L, Genina N, Uvell H, Malinovskaja K, Gylfe A, Laaksonen T, et al. Inhibitory activity of the isoflavone biochanin A on intracellular bacteria of genus Chlamydia and initial development

of a buccal formulation. PLos One. 2014; 9(12).

Zalin O, Alakurtti S, Pohjala L, Siiskonen A, Maass V, Maass M, et al. Inhibitory effect of the natural product betulin and its derivatives against the intracellular bacterium Chlamydia

pneumoniae. Biochemical pharmacology. 2010; 80(8).

Bernal Luz Mery, López Greizy. Diagnóstico prénatal: retrospectiva. Nova. 2014; 12( 21 ): 23-36.

Carrero Sandra Helena Suescún, HerediaMontoya Dina Paola, Bolaños Yoryany Mulato, Medellín Martín Orlando Pulido. Seroprevalencia de infección por Leptospira y factores de riesgo en estudiantes de una universidad de Colombia. Nova. 2017; 15( 27 ): 131-138.

Ávila de Navia Sara Lilia, Estupiñán-Torres Sandra Mónica, Díaz González Liliana. Calidad bacteriológica del agua Vereda El Charco, San Miguel de Sema, Boyacá- Colombia. Nova.

; 14( 25 ): 139-145.

Li Z, Chen C, Chen D, Wu Y, Zhong Y, Zhong G. Characterization of Fifty Putative Inclusion Membrane Proteins Encoded in the Chlamydia trachomatis Genome. Infection and

Immunity. 2008; 76(6)

Cordero C, Gomez F, Leon C, Morantes F, Aristizabal F. Cytotoxic activity of five compounds isolated from Colombian plants. Fitoterapia. 2004; 75(7).

Muschiol S, Bailey L, Gylfe A, Sundin C, Hultenby K, Bergstrom S, et al. A small-molecule inhibitor of type III secretion inhibits different stages of the infectious cycle of Chlamydia

trachomatis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2006 Septiembre; 103(39).

Entrocassi A, Ouviña A, Vaulet M, Catalano A, López P, Rodriguez M. Inhibición in vitro de Chlamydia trachomatis y Chlamydia pneumoniae por extractos de Hydrocotyle bonariensis

Lam. Efecto inhibitorio sobre un sistema persistentemente infectado. Dominguezia. 2013; 63(10).

Semenya S, Potgieter M, Erasmus L. Bapedi phytomedicine and their use in the treatment of sexually transmitted infections in Limpopo Province, South Africa. Pharm. Pharmacol. 2013; 7.

Talwar G, Garg S, Dhar V, Chabra R, Ganju A, Upadhyay S. Praneem polyherbal cream and pessaries with dual properties of contraception and alleviation of genital infections. Curr. Sci. 1995; 68.

Nardini P, Ñahui P, Parolin C, Laghi L, Foschi C, Cevenini R, et al. Lactobacillus crispatus inhibits the infectivity of Chlamydia trachomatis elementary bodies, in vitro study. Scientific Reports. 2016; 29(6).

Rissanen T, Voutilainen S, Nyyssönen K, Salonen R, Kaplan G, Salonen J. Serum lycopene concentrations and carotid atherosclerosis: the kuopio ischaemic heart disease risk factor study. American Journal of Clinical Nutrition. 2003; 77(1).

Zigangirova N, Morgunova E, Fedina E, Shevyagina N, Borovaya T, Zhukhovitsky V, et al. Lycopene Inhibits Propagation of Chlamydia Infection. Scientifica. 2017 Agosto.

Di Pietro M, Filardo S, De Santis F, Mastromarino P, Sessa R. Chlamydia pneumoniae and oxidative stress in cardiovascular disease: state of the art and prevention strategies. International Journal of Molecular Sciences. 2015; 16(1).

Almonacid Urrego Carmen Cecilia, Camarillo Romero María del Socorro, Gil Murcia Zulay, Medina Medina Claudia Yasmin, Rebellón Marulanda Jennifer Viviana, Mendieta Zerón Hugo. Evaluación de factores de riesgo asociados a enfermedad cardiovascular en jóvenes universitarios de la Localidad Santafé en Bogotá, Colombia. Nova. 2016; 14(25): 9-17.

González Devia Johanna L., Monroy Romero Paola A., Almonacid Urrego Carmen C.. Homocisteína y otros factores de riesgo cardiovascular en niños de educación básica primaria

del Colegio Distrital Manuel Elkin Patarroyo, Bogotá, D.C. Colombia. Estudio piloto. Nova. 2017 ; 15( 27 ): 103-117.




DOI: https://doi.org/10.22490/24629448.2836

Métricas de artículo

Vistas de resumen.
a description of the source 311




Cargando métricas ...




Licencia de Creative Commons
Este obra está bajo una licencia de Creative Commons Reconocimiento-NoComercial-CompartirIgual 4.0 Internacional.